實驗動物科學:第二節(jié)　動物實驗基本方法

一、動物實驗的常用方法

在醫(yī)學教學、科研和醫(yī)學工作中，不論是從事基礎醫(yī)學的還是臨床醫(yī)學、預防醫(yī)學，都需要用實驗動物來進行各種實驗。通過對動物的實驗的觀察和分析，來研究和解決醫(yī)學上存在的許多問題，動物實驗方法已成為醫(yī)學科學研究和教學工作中必不可少的重要手段。動物實驗方法是多種多樣的，在醫(yī)學的各個領域內(nèi)都有其不同的應用，其中一些基本方法都是共同性的，如動物的選擇、抓取、固定、麻醉、脫毛、給藥、采血、采尿、急救、處死、尸檢等，不管是從事何種課題的醫(yī)學研究都要用這套基本方法，因此，動物實驗基本方法，已成為醫(yī)學科技工作者必須掌握的一項基本功。

動物實驗按機體水平不同的可分為整體實驗和離體實驗兩種，還可進一步具體地分為亞細胞、細胞、組織、器官，整體動物和無損傷動物等水平的實驗。按動物實驗的時間長短可分為急性實驗（2天以內(nèi))、亞急性實驗（1～4周)和慢性實驗（2～6個月或更長時間甚至整個生命期)。

動物實驗的方法很多，如有生理學的動物實驗方法；病理生理學的動物實驗方法；藥理學的動物實驗方法；病理解剖學、組織學的動物實驗方法；微生物學和免疫學的動物實驗方法等等。下面舉一些動物實驗的常用方法：

1．復制動物模型法此法是動物實驗最基本的方法，是采用人工的方法使動物在一定致病因素（機械、化學、生物和物理)作用下，造成動物的組織，器官或全身的一定損傷，復制成與人類疾病相似的動物疾病模型，來研究各種疾病的發(fā)生、發(fā)展規(guī)律及防治方法。

2．切開、分離法此法是以活體動物為對象的整體實驗常用方法。習慣上把在麻醉情況下，制備一些實驗條件（如活體解剖、分離暴露器官、組織或進行一些手術制備等措施)進行研究者稱“急性動物實驗”。其優(yōu)點是比較簡便，操作后可以即進行觀察，實驗條件相對地較易控制，對要研究的器官，有可能直接觀察。但存在著麻醉、手術創(chuàng)造及存活時間較短等因素，也會對實驗結(jié)果帶來一定的影響。因此采用此法應注意麻醉深度更適中，手術要輕巧，少出血、減少創(chuàng)傷，并要熟悉手術部位的神經(jīng)、血管等解剖。

3．切除和注入提取液法常用于研究內(nèi)分泌器官的生理和病理病變，如研究切除某一腺體后看輻射對機體的影響，切除某一腺體后看出現(xiàn)什么癥狀而推論這種腺體的功能；如蝌蚪無甲狀腺素，如注入甲狀腺素，蝌蚪很快變成了蛙。

4．離體組織器官法離體實驗是利用動物的離體組織、器官或生物性致病因子（微生物、寄生蟲等)，置于一定的存活條件下（如溫度、營養(yǎng)成分、氧氣、水、pH等)進行觀察的一種實驗方法。如可利用離體腸管觀察藥物對腸管動物、吸收、通透性、血流情況等的影響，并進行作用機理的分析；利用離體膽囊來篩選引起膽囊舒縮的藥物；利用大腸桿菌或其它細菌進行藥物敏感性實驗。尋找抑制細菌生長的藥物，并研究其作用規(guī)律，以便為膽道感染的防治提供線索。動物組織、細胞的培養(yǎng)也常用此種方法。離體實驗的優(yōu)點是方法比較簡單，一般不需要很復雜的儀器設備。實驗條件比較容易控制，牽涉的人力較少，因此常被列為分析性研究的一種手段。不足之處是模擬的存活條件畢竟與整體的實際情況有較大的出入，其結(jié)果也往往與體內(nèi)的變化有一定距離，因此可以作為整體研究的補充和參考。

5．瘺管法用無菌手術方法給動物造成不同的人造瘺管如胃腸道瘺管、膀胱瘺管、唾液腺瘺管、食道瘺管、膽囊瘺管等。這些瘺管可以收集內(nèi)臟液體，是生理學消化研究的主要方法。此種方法是慢性動物實驗所常用的方法。慢性動物實驗一般是先在無菌操作下制備好實驗模型（瘺管法是其中一種)，待動物恢復健康后進行研究。這類研究方法的優(yōu)點在于被研究的對象，其機體內(nèi)外環(huán)境已處于較自然的相對平衡狀態(tài)，條件比較穩(wěn)定，所得的結(jié)果接近生理情況。但需要事先制備，術后護理，等動物恢復健康后才能從事實驗，花費時間較長，工作量較大，因而在選用上受到一定限制。除了用手術制備的動物實驗外，運用藥物或食鉺等措施制備病理模型，如誘發(fā)各種實驗性動物疾病模型的方法也可歸為慢性動物實驗。

6．移植法一般是將動物的器官、組織或細胞進行相互移植的一種方法。如骨髓移植時，將小鼠A（供體)的骨髓注入到小鼠B的血液中（受體)，很快可見脾結(jié)節(jié)化（脾造血)。脾結(jié)節(jié)的數(shù)量反應了造血干細胞的多少，由此可以觀察干細胞的變化。各小鼠之間的骨髓移植叫同種骨髓移植，同一品系小鼠內(nèi)各小鼠之間的骨髓移植叫同系骨髓，小鼠骨髓移植給大鼠則叫異種骨髓移植。動物各種組織、器官的移植也是實驗研究中常用的方法。

7．生物電、活性觀察法對動物體各種生物電用電生理記錄儀進行觀察記錄，如心電、肌電、腦電等；對動物組織中各種活動物質(zhì)用生物化學法測定，如各種酶，激素等。

8．病理解剖學、組織學觀察法采用肉眼觀察、光鏡和電鏡檢查，來觀察、分析動物各種疾病時病理組織學改變�？蓮慕M織學的角度來探討疾病防治機理，例如通過闌尾組織節(jié)片和肉眼觀察，分析口服中藥、針刺或局部敷藥對有炎癥闌尾的影響，闡明不同證型時闌尾變化的病理學特點以及某些病人用中西醫(yī)結(jié)合非手術治療后復發(fā)的原因。近年來由于電子顯微技術的進展，不僅可以觀察到病變時細胞內(nèi)細胞器等亞細胞結(jié)構(gòu)的變化，而且也可以運用電子掃描方法對動物器官的微小結(jié)構(gòu)進行完整的表層觀察。

9．免疫學觀察法注入抗原使動物致敏，制備各種抗血清，如常選用新西蘭或大白耳家兔制備病原體免疫血清、間接免疫血清、抗補體抗體血清、抗組織免疫血清等。采用免疫熒光技術、酶標記免疫技術、放射免疫測定技術、免疫電鏡技術等對動物免疫后各種免疫變化進行檢查。

10．其它方法如聯(lián)體動物法，條件反射法、生物遺傳法、放射生物法、藥物化學等等。

動物實驗的基本操作技術方法，根據(jù)實驗順序分述如下：

二、實驗動物的抓取固定方法

正確的抓取固定動物，是為了不損害動物健康，不影響觀察指標，并防止被動物咬傷，保證實驗順利進行。抓取固定動物的方法依實驗內(nèi)容和動物類而定。抓取固定動物前，必須對各種動物的一般習性有所了解，抓取固定時既要小心仔細，不能粗暴，又要大膽敏捷，確實達到正確抓取固定動物的目的。

（一)小鼠抓取固定方法

小鼠溫順，一般不會咬人，抓取時先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠籠或?qū)嶒炁_向后拉，在其向前爬行時，用左手拇指和食指抓住小鼠的兩耳和頸部皮膚（見圖11-1之一)，將鼠體置于左手心中，把后肢拉直，以無名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（圖11-1之二)。人經(jīng)驗者直接用左手小指鉤起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后頸背部皮膚亦可。這種在手中固定方式，能進行實驗動物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他實驗操作。如進行解剖、手術、心臟采血和尾靜脈注射時，則需將小鼠作一定形式的固定，解剖手術和心臟采血等均可使動物先取背臥位（必要時先行麻醉)，再用大頭針將鼠前后肢依次固定在臘板上。尾靜脈注射時，可用小鼠尾靜脈注射架固定（圖11-2)，先根據(jù)動物大小選擇好合適的固定架，并打開鼠筒蓋，手提鼠尾巴，讓動物頭對準鼠筒口并送入筒內(nèi)，調(diào)節(jié)鼠筒長短合適后，露出尾巴，固定筒蓋即可進行尾靜脈注射或尾靜脈采血等操作。

圖11-1小鼠的抓取固定方法

圖11-2　小鼠尾靜脈注射方法

（二)大鼠的抓取固定方法

大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不過大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用襲擊方式抓取，否則會被咬傷手指，抓取時為避免咬傷，可帶上帆布手套。如果進行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃時，同樣可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指緊捏鼠背皮膚，置于左掌心中，這樣右手即可進行各種實驗操作。也可伸開左手之虎口，敏捷地從后，一把抓住。若做手術或解剖等，則需事先麻醉或處死，然后用細棉線繩活縛腿，背52667788.cn/wszg/臥位綁在大鼠固定板上；尾靜脈注射時的固定同小鼠（只需將固定架改為大鼠固定盒即可)。

（三)蛙類的抓取固定方法

蛙類抓取方法宜用左手將動物背部貼緊手掌固定，以中指、無名指、小指壓住其左腹側(cè)和后肢，拇指和食指分別壓住左、右前肢、右手進行操作（圖11-3)。

圖11-3　蛙、蟾蜍抓取固定方法

在抓取是蟾蜍時，注意勿擠壓其兩則耳部突起之毒腺，以免毒液射進眼中。

實驗如需長時間觀察，可破壞其腦脊髓（觀察神經(jīng)系統(tǒng)反應時不應破壞腦脊髓)或麻醉后用大頭針固定在蛙板上。依實驗需要采取俯臥位或仰臥位固定。

（四)豚鼠的抓取固定方法

豚鼠較為膽小易驚，不宜強烈刺激和受驚，所以在抓取時，必須穩(wěn)、準和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指環(huán)握頸部，另一只手托住臀部（圖11-4)。固定的方式基本同大鼠。

圖11－4　豚鼠的抓取固定方法

（五)兔的抓取固定方法

1．抓�。簩嶒灱彝枚鄶�(shù)飼養(yǎng)在籠內(nèi)，所以抓取較為方便，一般以右手抓住兔頸部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，讓其體重重量的大部分集中在左手上（圖11-5)，這樣就避免了抓取過程中的動物損傷。不能采用抓雙耳或抓提腹部。

2．固定：一般將家兔的固定分為盒式、臺式和馬蹄形三種。盒式固定（圖11-6)，適用于兔耳采血、耳血管注射等情況；若做血壓測量、呼吸等實驗和手術時，則需將兔固定在兔臺上（圖11-7)，四肢用粗棉繩活結(jié)綁住，拉直四肢，將繩綁在兔臺四周的固定木塊上，頭以固定夾固定或用一根粗棉繩挑過兔門齒綁在兔臺鐵柱上；馬蹄形固定（圖11-8)多用于腰背部，尤其是顱腦部位的實驗，固定時先剪去兩側(cè)眼眶下部的毛皮，暴露顴骨突起，調(diào)節(jié)固定器兩端釘形金屬棒。使其正好嵌在突起下方的凹處，然后在適當?shù)母叨裙潭ń饘匍弧Ｓ民R蹄形固定器可使兔取用背臥位和腹臥位，所以是研究中常采用的固定方法。

圖11-5　家兔抓取方法

1、2、3均為不正確的抓取方法（1．可損傷兩腎，2．可造成皮下出血，3．可傷兩耳)，4、5為正確的抓取方法。頸后部的皮厚可以抓，并用手托兔體。

圖11-6　家兔盒式固定法

圖11-7　家兔臺式固定法

（六)狗的抓取固定方法

未經(jīng)訓練用于急性實驗的狗性兇惡，能咬人，因此進行實驗時第一個步驟就是要綁住狗嘴。馴服的狗綁嘴時可從側(cè)面靠近輕輕撫摸其頸背部皮毛，然后迅速用布帶縛住其嘴。方法是用布帶迅速兜住狗的下頜，繞到上頜打一個結(jié)，再繞回下頜下打第二結(jié)，然后將布帶引至頭后頸項部打第三個結(jié)，并多系一個活結(jié)（以備麻醉后解脫)。注意捆綁松緊度要適宜（圖11-9)，倘若此舉不成，應用狗頭鉗夾住其頸部，將狗按倒在地，再綁其嘴。如實驗需要靜脈麻醉時，可先使動物麻醉后再移去狗頭鉗，解去綁嘴帶，把動物放在實驗臺上，然后先固定頭部，再固定四肢。

圖11-8家兔馬蹄形固定

圖11－9　狗嘴捆綁法

1．頭部固定：固定狗頭需用一特制的狗頭固定器，狗頭固定器為一圓鐵圈，圈的中央有一弓形鐵，與棒螺絲相連，下面有一根平直鐵閂。操作時先將狗舌拉出，把狗嘴插入固定器的鐵圈內(nèi)，再用平直鐵閂橫貫于犬齒后部的上下頜之間，然后向下旋轉(zhuǎn)棒螺絲，使弓形鐵逐漸下壓在動物的下頜骨上，把鐵柄固定在實驗臺的鐵柱上即可。

2.四肢固定：如采取仰臥位，四肢固定方法與家兔相同。

三、實驗動物編號標記方法

動物在實驗前常常需要作適當?shù)姆纸M，那么就要將其標記使各組加以區(qū)別。標記的方法很多，良好的標記方法應滿足標號清晰、耐久、簡便、適用的要求。

常用的標記法有染色、耳緣剪孔、烙印、號牌等方法。

（一)顏料涂染

這種標記方法在實驗室最常使用，也很方便。使用的顏料一般有3-5%苦味酸溶（黃)，2%硝酸銀（咖啡色)溶液和0.5%中性品紅（紅色)等。標記時用毛筆或棉簽蘸取上述溶液，在動物體的不同部位涂上斑點，以示不同號碼。編號的原則是：先左后右，從上到下。一般把涂在左前腿上的計為1號，左側(cè)腹部計為2號，左后腿為3號，頭頂部計為4號，腰背部為5號，尾基部為6號，右前腿為7號，右側(cè)腰部為8號，右后腿計為9號。若動物編號超過10或更大數(shù)字時，可使用上述兩種不同顏色的溶液，即把一種顏色作為個倍數(shù)，另一種顏色作為十位數(shù)，這種交互使用可編到99號，假使把紅的記為十位數(shù)，黃色記為個位數(shù)，那么右后腿黃斑，頭頂紅斑，則表示是49號鼠（圖11-10)，其余類推。

圖11-10顏色被毛涂擦標記法

（二)烙印法

用刺數(shù)鉗在動物耳上刺上號碼，然后用棉簽蘸著溶在酒精中的黑墨在刺號上加以涂抹，烙印前最好對烙印部位預先用酒精消毒。

（三)號牌法

用金屬制的牌號固定于實驗動物的耳上，大動物可系于頸上。

對猴、狗、貓等大動物有時可不做特別標記，只記錄它們的外表和毛色即可。

四、實驗動物的隨機分組方法

動物實驗時，常常需要將選擇好的實驗動物，按研究需要分成若干個組，分組時為了避免人為的因素影響常應用隨機數(shù)字表進行完全隨機化的分組。

1．將實驗單位隨機分成兩組　設有小鼠14號，試用隨機數(shù)字表將其分成兩組。先將小鼠依次編為1、2、3……14號，然后任意從隨機數(shù)字表的某一行某一數(shù)字開始抄錄14個數(shù)，編排如下：

現(xiàn)令單數(shù)代表A組，雙數(shù)代表B組，結(jié)果列入A組的動物有8只，列入B組的動物有6只。如要使兩組相等，須將A組減少一只，劃入B組。應把哪一只小鼠劃入B組，仍可用隨機數(shù)字表，在上述抄錄的14個數(shù)后面再抄錄一個數(shù)字為78，此數(shù)以8除之，因為歸入A組的小鼠有8只，故以8除，得余數(shù)6。于是把第6個A（即編寫為第12號的小鼠)劃給B組。經(jīng)過這樣調(diào)整，兩組小鼠的分配如下。

2．將實驗單位隨機分成三組　設有動物15只，隨機等分成A、B、C三組。將動物編號后，按上述方法，從隨機數(shù)字表抄錄15個數(shù)字，將各數(shù)一律以3除之，并以余數(shù)1、2、3代表A、B、C，結(jié)果歸入A組的動物6只，歸入B組的動物4只，歸入C組的動物5只，即：

要使三組的動物數(shù)相等，須把原歸A組的6只動物中的1只改配到B組去�？梢噪S機數(shù)字表繼續(xù)按斜角線抄錄一個數(shù)字，得60，以6除之，除盡（相當于余數(shù)為6)，就可以把第六個A（即12號)動物改為B組。調(diào)整后各組的動物編號如下：

五、實驗動物被毛的去除方法

動物的被毛常能影響實驗操作和結(jié)果的觀察，因此實驗中常需去除或剪短動物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脫毛三種。

剪毛：固定動物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛時需注意以下幾點：

⑴把剪刀貼緊皮膚剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮膚；

⑵依次剪毛，不要亂剪；

⑶剪下的毛集中放在一個容器內(nèi)，勿遺留在手術野和兔臺周圍，以保證手術野的清潔和防止注射器等夾毛。

拔毛：兔耳緣靜脈注射或取血時以及給大、小白鼠作尾靜脈注射時，需用拇指、食指將局部被毛拔去，以利操作。

脫毛：脫毛系指用化學藥品脫去動物的被毛，適用于無菌手術野的準備以及觀察動物局部皮膚血液循環(huán)和病理變化。

常用脫毛劑的配方：

⑴硫化鈉3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水適量調(diào)成糊狀。

⑵硫化鈉8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。

⑶硫化鈉8g，溶于100ml水中。

以上脫毛劑配方適用于家兔、大白鼠、小白鼠等小動物的脫毛。

⑷硫化鈉10g、生石灰15g，溶于100ml水內(nèi)，此配方適用于狗等大動物的脫毛。

使用以上各種脫毛劑，都應事先剪短被毛，以節(jié)省脫毛劑，并減少對皮膚的刺激反應，應用時用棉球蘸脫毛劑，在所需局部涂一薄層，2-3分鐘后，用溫水洗去脫落的被毛，以紗布擦干局部，涂一層油脂即可。

六、實驗動物給藥途徑和方法

在動物實驗中，為了觀察藥物對機能功能、代謝及形態(tài)引起的變化，常需將藥物注入動物體內(nèi)。給藥的途徑和方法是多種多樣的，可根據(jù)實驗目的、實驗動物種類和藥物劑型等情況確定。

（一)皮下注射

注射時以左手拇指和食指提起皮膚，將連有5（1/2)號針頭的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、貓多在大腿外側(cè)，豚鼠在后大腿的內(nèi)側(cè)或小腹部；大白鼠可在側(cè)下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。

（二)皮內(nèi)注射

皮內(nèi)注射時需將注射的局部脫去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮膚并使之繃緊，在兩指之間，用結(jié)核菌素注射器連4(1/2)細針頭，緊貼皮膚表層刺入皮內(nèi)，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射藥液，此時可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。

（三)肌肉注射

肌肉注射應選肌肉發(fā)達，無大血管通過的部位，一般多選臀部。注射時垂直迅速刺入肌肉，回抽針栓如無回血，即可進行注射。給小白鼠、大白鼠等小動物作肌肉注射時，用左手抓住鼠兩耳和頭部皮膚，右手取連有5（1/2)針頭的注射器，將針頭刺入大腿外側(cè)肌肉，將藥液注入。

（四)腹腔注射

用大、小白鼠做實驗時，以左手抓住動物，使腹部向上，右手將注射針頭于左（或右)下腹部刺入皮下，使針頭向前推　0.5～1.0cm，再以45度角穿過腹肌，固定針頭，緩緩注入藥液（圖11-11)，為避免傷及內(nèi)臟，可使動物處于頭低位，使內(nèi)臟移向上腹。若實驗動物為家兔，進針部位為下腹部的腹白線離開1cm處。

圖11-11　小鼠腹腔注射方法

（五)靜脈注射

1．兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央為動物，耳外緣為靜脈。內(nèi)緣靜脈深不易固定，故不用。外緣靜脈表淺易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指彈動或輕揉兔耳，使靜脈充盈，左手食指和中指夾住靜脈的近端，拇指繃緊靜脈的遠端，無名指及小指墊在下面，右手持注射器連6號針頭盡量從靜脈的遠端刺入，移動拇指于針頭上以固定針頭，放開食指和中指，將藥液注入（圖11-12)，然后拔出針頭，用手壓迫針眼片刻。

圖11-12　家兔耳緣靜脈注射方法

2．小白鼠和大白鼠：一般采用尾靜脈注射，鼠尾靜脈有三根，左右兩側(cè)及背側(cè)各一根，左右兩側(cè)尾靜脈比較容易固定，多采用，背側(cè)一根也可采用，但位置容易固定。操作時先將動物固定在鼠筒內(nèi)或扣在燒杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的溫水浸潤半分鐘或用酒精擦拭使血管擴張，并可使表皮角質(zhì)軟化，以左手拇指和食指捏住鼠尾兩側(cè)，使靜脈充盈，用中指從下面托起尾巴，以無名指和小指夾住尾巴的末梢，右手持注射器連4(1/2)號細針頭，使針頭與靜脈平行（小于30℃)，從尾下四分之一處（約距尾尖2-3厘米)處進針，此處皮薄易于刺入，先緩注少量藥液，如無阻力，表示針頭已進入靜脈，可繼續(xù)注入。注射完畢后把尾部向注射側(cè)彎曲以止血。如需反復注射，應盡可能從末端開始，以后向尾根部方向移動注射（圖11-13)。

圖11-13　小鼠尾靜脈注射方法

3．狗：狗靜脈注射多選前肢內(nèi)側(cè)皮下頭靜脈（圖11-14)或后肢小隱靜脈（圖11-15)注射。注射前由助手將動物側(cè)臥，剪去注射部位的被毛，用膠皮帶扎緊（或用手抓緊)靜脈近端，使血管充盈，從靜脈的遠端將注射針頭平行刺入血管，待有回血后，松開綁帶（或兩手)，緩緩注入藥液。

圖11-14　狗前肢頭靜脈注射

圖11-15　狗后肢小隱靜脈注射

4．蛙（或蟾蜍)：將蛙或蟾蜍腦脊髓破壞后，仰臥固定于蛙板上，沿腹中線稍左剪開腹肌，可見到腹靜脈貼著腹壁肌肉下行，將注射針頭沿血管平行方向刺入即可（圖11-16)。

圖11-16　蛙腹壁靜靜注射

幾種常用的動物不同給藥途徑的注射量可參考表11-1。

表11-1　幾種動物不同給藥途徑的常用注射量（毫升)

（六)淋巴囊注射

蛙類常采用此法，因其皮下有數(shù)個淋巴囊，注入藥物甚易吸收。腹部淋巴囊和頭背淋巴囊常作為蛙類給藥途徑。一般多選用腹部淋巴囊給藥。注射時將針頭從蛙大腿上端刺入，經(jīng)大腿肌層入腹壁肌層，再進入腹壁皮下，即進入淋巴囊，然后注入藥液。有時也可采用胸淋巴囊給藥。方法是將針頭刺入口腔，使穿過下頜肌層入胸淋巴囊內(nèi)注入藥液，一次最大注射量為1毫升。蛙全身分布為咽、胸、背、腹側(cè)、腹、大腿和腳等七個淋巴囊（圖11-17)。

圖11-17　蛙全身淋巴囊分布

（七)經(jīng)口給藥

在急性試驗中，經(jīng)口給藥多用灌胃法，此法劑量準確，適用于小白鼠、大白鼠、家兔等動物。

1．小鼠、大鼠（或豚鼠)用輸血針頭或小號腰穿針頭，將其尖端斜面磨劑，用焊錫在針尖周圍焊一圓頭，注意勿堵塞針孔，即成灌胃針；亦可用燒成圓頭的硬質(zhì)玻璃毛細管或特制的塑料毛細秋，作為導管。灌胃時將針按在注射器上，吸入藥液。左手抓住鼠背部及頸部皮膚將動物固定，右手持注射器，將灌胃針插入動物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。動物應固定成垂直體位，針插入時應無阻力。若感到阻力或動物掙扎時，應立即停止進針或?qū)⑨槹纬觯�以兔損傷或穿破食道以及誤入氣管。

一般當灌胃針插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可將藥物注入。常用的灌胃量小鼠為0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠為1-5ml。

2．狗、兔、貓、猴　灌胃時，先將動物固定，再將特制的擴口器放入動物口中，擴口器之寬度可視動物口腔大小而定，如狗的擴口器可用木料制成長方形，長約10-15cm，粗細應適合狗嘴，約2-3cm，中間粘一小孔，孔的直途為5-10cm。灌胃時將擴口器放于上述動物上下門牙之后，并用繩將它固定于嘴部，將帶有彈性的橡皮導管（如導尿管)，經(jīng)擴口器上的小圓孔插入，沿咽后壁而進入食道，此時應檢查導管是否正確插入食道，可將導管外口置于一盛水的燒杯中，如不發(fā)生氣泡，即認為此導管是在食道中，未誤入氣管，即可將藥液灌入。

圖11-18　狗灌胃方法

經(jīng)我們大量實驗，給狗、兔等動物灌胃時，可不用擴口器也能順利將藥液灌入胃內(nèi)，狗灌胃時，用12號灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一對臼齒后的天然空隙，胃管由此空隙順食管方向不斷插入約20cm，可達胃內(nèi)，將胃管另一端插入水中，如不出氣泡，表示確已進入胃，而沒誤入氣管內(nèi)，即可灌入。兔灌胃時，將兔固定在木制固定盒內(nèi)左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14號細導尿管，由右側(cè)唇裂避開門齒，將導管慢慢插入，如插管順利，動物不掙扎，插入約15cm時，即表示插入胃內(nèi)，將藥液注入。

各種動物一次灌胃能耐受的最大容積小鼠為0.5-1.0ml，大鼠4-7ml，豚鼠為4-7ml，家兔為80-150ml，狗為200-500ml。

（八)其它途徑給藥

1．呼吸道給藥　呈粉塵、氣體及蒸氣或霧等癥狀存在藥物或毒氣，均需要通過動物呼吸道給藥。如一般實驗時給動物乙醚作吸入麻醉，給動物吸一定量的氨氣、二氧化碳等觀察呼吸、循環(huán)等變化；給動物定期吸入一定量的SO₂。鋸末煙霧等可造成慢性氣管炎動物模型等；特別在毒物學實驗中應用更為廣泛。

2．皮膚給藥　為了鑒定藥物或毒物經(jīng)皮膚的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用經(jīng)皮膚給藥方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面積的皮膚脫毛后，將一定藥液涂在皮膚上，藥液經(jīng)皮膚吸收。

3．脊髓腔內(nèi)給藥　此法主要用于椎管麻醉或抽取腦脊液。

家兔椎管內(nèi)注射方法：將家兔作自然俯臥式，盡量使其尾向腹側(cè)屈曲，用粗剪將第七腰椎周圍背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒精將碘酒擦去。在兔背部髕骨脊連線之中點稍下方摸動第七腰椎間隙（第七腰椎與第一骶骨椎之間)，插入腰椎穿刺針頭。當針到達椎管內(nèi)時（珠網(wǎng)膜下腔)，可見到兔的后肢跳動，即證明穿刺針頭已進入椎管。這時不要再向下刺，以兔損傷脊髓。固定好針頭，即可將藥物注入。

4．小腦延髓池給藥　此種給藥都是在動物麻醉情況下進行的。而且常采用大動物如狗等，小動物很少采用。將狗麻醉后，使狗頭盡量向胸部屈曲，用左手摸到其第一頸椎上方的凹陷（枕骨大孔)，固定位置，右手取7號鈍針頭（將針頭尖端麻鈍)，由此凹陷的正中線上，順平行狗的方向，小心地刺入小腦延髓池。當針頭正確刺入小腦延髓池時，注射者會感到針頭再向前穿時無阻力，同時可以聽到很輕的“咔嚓”一聲，即表示針頭已穿過硬腦膜進入小腦延髓池，而且可抽出清亮的腦脊液，注射藥物前，先抽出一些腦脊液，抽取量根據(jù)實驗需要注入多少藥液決定，即注入多少抽取多少，以保持原來腦脊髓腔里的壓力（圖11-19)。

圖11-19　狗小腦延髓池給藥

5．腦內(nèi)給藥　此法常用于微生物學動物實驗，將病原體等接種于被檢動物腦內(nèi)，然后觀察接種后的各種變化。小鼠腦內(nèi)給藥時，選套有塑料管、針尖露出2mm深的5(1/2)針頭，由鼠正中額部刺入腦內(nèi)，注入藥物或接種物。給豚鼠、兔、狗等進行腦內(nèi)注射時，須先用穿顱鋼針穿透顱骨，再用注射器針頭刺入腦部，再徐徐注入被檢物。注射速度一定要慢，避免引起顱內(nèi)壓急驟升高。

6．直腸內(nèi)給藥　此種給藥方法常用于動物麻醉。家兔直腸內(nèi)給藥時，取灌腸用的膠皮管或用14號導尿管代替。在膠皮管或?qū)�尿管頭上涂上凡士林，由助手使兔蹲臥于桌上，以左臂及左腋輕輕按住兔頭及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛門，并用右手輕握后肢，實驗者將橡皮管插入家兔肛門內(nèi)，濃度約7～9cm，如為雌性動物，注意勿誤插入陰道（肛門緊接尾根)。橡皮管插好后，將注射器與橡皮管套緊，即可灌注藥液。

7．關節(jié)腔內(nèi)給藥　此種方法常用于關節(jié)炎的動物模型復制。兔給藥時，將兔仰臥固定于兔固定臺上，剪去關節(jié)部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手從下方和兩旁將關節(jié)固定，把皮膚稍移向一側(cè)，在臏韌帶附著點處上方約0.5厘米處進針。針頭從上前方向下后方傾斜刺進，直至針頭遇阻力變小，然后針頭稍后退，以垂直方向推到關節(jié)腔中。針頭進入關節(jié)腔時，通常可有好象刺破薄膜的感覺，表示針頭已進入膝關節(jié)腔內(nèi)，即可注入藥液。動物最大給藥量可參考表11-2。

表11-2　常用實驗動物的最大給藥量和使用針頭規(guī)格

七、實驗動物用藥量的確定及計算方法

（一)動物給藥量的確定

在觀察一個藥物的作用時，應該給動物多在的劑量是實驗開始時應確定的一個重要問題。劑量太小，作用不明顯，劑量太大，又可能引起動物中毒致死，可以按下述方法確定劑量：

1．先用小鼠粗略地探索中毒劑量或致死劑量，然后用小于中毒量的劑量，或取致死量的若干分之一為應用劑量，一般可取1/10-1/5。

2．植物藥粗制劑的劑量多按生藥折算。

3．化學藥品可參考化學結(jié)構(gòu)相似的已知藥物，特別是化學結(jié)構(gòu)和作用都相似的藥物的劑量。

4．確定劑量后，如第一次實驗的作用不明顯，動物也沒有中毒的表現(xiàn)（體重下降、精神不振、活動減少或其他癥狀)，可以加大劑量再次實驗。如出現(xiàn)中毒現(xiàn)象，作用也明顯，則應降低劑量再次實驗。在一般情況下，在適宜的劑量范圍內(nèi)，藥物的作用常隨劑量的加大而增強。所以有條件時，最好同時用幾個劑量作實驗，以便迅速獲得關于藥物作用的較完整的資料。如實驗結(jié)果出現(xiàn)劑量與作用強度之間毫無規(guī)律時，則更應慎重分析。

5．用大動物進行實驗時，開始的劑量可采用給鼠類劑量的十五分之一～二分之一，以后可根據(jù)動物的反應調(diào)整劑量。

6．確定動物給藥劑量時，要考慮給藥動物的年齡大小和體質(zhì)強弱。一般說確定的給藥劑量是指成年動物的，如是幼小動物，劑量應減少。如以狗為例：6個月以上的狗給藥量為1份時，3-6個月的給1/2份，45-89日1/4份，20-44日的給1/8份，10-19日的給1/16份。

7．確定動物給藥劑量時，要考慮因給藥途徑不同，所用劑量也不同，以口服量為100時，灌腸量應為100-200，皮下注射量30-50，肌肉注射量為25-30，靜脈注射量為25。

（二)實驗動物用藥量的計算方法

動物實驗所用的藥物劑量，一般按mg/kg體重或g/kg體重計算，應用時須從已知藥液的濃度換算出相當于每kg體重應注射的藥液量（ml數(shù))，以便給藥。

例1：計算給體重1.8kg的家兔，靜脈注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg體重1g的劑量注射，應注射多少ml？

計算方法：兔每kg體重需注射1g，注射液為20％，則氨基甲酸乙酯溶液的注射量應為5ml/kg體重，現(xiàn)在兔體重為1.8kg，應注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。

例2：計算給體重23g的小白鼠，注射鹽酸嗎啡15mg/kg重，溶液濃度為0.1%，應注射多少ml？

計算方法：小白鼠每kg體重需嗎啡的量為15mg，則0.1%鹽酸嗎啡溶液的注射量應為15ml/kg體重，現(xiàn)小白鼠體重為23g，應注射0.1%鹽酸嗎啡溶液的用量=15×0.023=0.345ml。

（三)人與動物及各類動物間藥物劑量的換算方法

1．人與動物用藥量換算　人與動物對同一藥物的耐受性是相差很大的。一般說來，動物的耐受性要比人大，也就是單位體重的用藥理動物比人要大。人的各種藥物的用量在很多書上可以查得，但動物用藥量可查的書較少，而且動物用的藥物種類遠不如人用的那么多。因此，必須將人的用藥量換算成動物的用藥量。一般可按下列比例換算：人用藥量為1，小白鼠、大白鼠為25-50，兔、豚鼠為15-20，狗、貓為5-10。

此外，可以采用人與動物的體表面積計算法來換算：

（1)人體體表面積計算法　計算我國人的體表面積，一般認為許文生氏公式（中國生理學雜志12:327,1937)尚較適用，即：

體表面積（m2)=0.0061×身高（cm)+0.0128×體重(kg)-0.1529

例：某人身高168cm，體重55kg，試計算其體表面積。

解：0.061×168+0.0128×55.0.1529=1.576m2

（2)動物的體表面積計算法　有許多種，在需要由體重推算體表面積時，一般認為Meeh-Rubner氏公式尚較適用，即：

式中的K為一常數(shù)，隨動物種類而不同：小白鼠和大白鼠9.1、豚鼠9.8、家兔10.1、貓9.8、狗11.2、猴11.8、人10.6(上列K值各家報導略有出入)。應當指出，這樣計算出來的表面積還是一種粗略的估計值，不一定完全符合于每個動物的實測數(shù)值。

例：試計算體重1.50kg家兔的體表面積。

2．人及不同種類動物之間藥物劑量的換算

（1)直接計算法　即按：

例：某利尿藥大白鼠灌給藥時的劑量為250mg/kg，試粗略估計狗灌胃給藥時可以試用的劑量。

解：實驗用大白鼠的體重一般在200g左右，其體表面積（A)為：

250mg/kg的劑量如改以mg/m²表示，即為：

實驗用狗的體重一般在10kg左右，其體表面積（A)為：

（2)按mg/kg折算mg/m2轉(zhuǎn)換因子計算

例：同上

解：按

計算出狗的適當試用劑量。mg/kg的相應轉(zhuǎn)移因子可由表11-3查得。（即為按mg/m2計算的劑量)。

（3)按每kg體重占有體重表面積相對比值計算

各種動物的“每kg體重占有體表面積相對比值（簡稱體表面積比例比值)”見表11-3。

（4)按人和動物間按體表面積折算的等效劑量比值表計算

見表11-4，12kg狗的體表面積為200g大白鼠的17.8倍。該藥大白鼠的劑量為250mg/kg，200g的大白鼠需給藥250×0.2=50mg。

于是

（狗的適當試用劑量)。

表11-3　進行不同種類動物間劑量換算時的常用數(shù)據(jù)

表11-4　人和動物間按體表面積折算的等效劑量比值表

(5)按人與各種動物以及各種動物之間用藥劑量換算

已知A種動物每kg體重用藥量，欲估算B種動物每kg體重用藥劑量時，可先查第422頁表11-5，找出折算系數(shù)（W)，再按下式計算：

B種動物的劑量(mg/kg)=W×A種動物的劑量(mg/kg)

例如，已知某藥對小鼠的最大耐受量為20mg/kg（20g小鼠用0.4mg)，需折算為家兔量。查A種動物為小鼠，B種動物為兔，交叉點為折算系數(shù)W=0.37，故家兔用藥量為0.37×20mg/kg=7.4mg/kg，1.5kg家兔用藥量為11.1mg。

表11-5　動物與人體的每公斤體重劑量折算系數(shù)表

八、實驗動物的麻醉

在一些動物實驗，特別是手術等實驗，為減少動物的掙扎和保持其安靜，并便于操作，常對動物采用必要的麻醉。由于動物種屬間的差異等情況，所采用的麻醉方法和選用的麻醉劑亦有不同。

(一)常用的麻醉劑

動物實驗中常用的麻醉劑分為三類，即揮發(fā)性麻醉劑、非揮發(fā)性麻醉劑和中藥麻醉劑。

1．揮發(fā)性麻醉劑　這類麻藥包括乙醚、氯仿等。乙醚吸入麻醉適用于各種動物，其麻醉量和致死量差距大，所發(fā)安全度亦大，動物麻醉深度容易掌握，而且麻后蘇醒較快。其缺點是對局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液體分泌增多，再通過神經(jīng)反射可影響呼吸、血壓和心跳活動，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醚時必需有人照看，以防麻醉過深而出現(xiàn)上情況。

2．非揮發(fā)性麻醉劑　這類麻醉劑種類較多，包括苯巴比妥鈉、戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉等巴比妥類的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。這些麻醉劑使用方便，一次給藥可維持較長的麻醉時間，麻醉過程較平衡，動物無明顯掙扎現(xiàn)象。但缺點是蘇醒較慢。

3．中藥麻醉劑　動物實驗時有時也用到象洋金花和氫溴酸東莨菪堿等中藥麻醉劑，但由于其作用不夠穩(wěn)定，而且常需加佐劑麻醉效果才能理想，故在使用過程中不能得到普及，因而，多數(shù)實驗室不選用這類麻醉劑進行麻醉。

（二)動物的麻醉方法

1．全身麻醉

（1)吸入法　用一塊圓玻璃板和一個鐘罩或一個密閉的玻璃箱作為揮發(fā)性麻醉劑的容器，多選用乙醚作麻藥。麻醉時用幾個棉球，將乙醚倒可其中，迅速轉(zhuǎn)入鐘罩或箱內(nèi)，讓其揮發(fā)，然后把待麻醉動物投入，約隔4-6分鐘即可麻醉，麻醉后應立即取出，并準備一個蘸有乙醚的棉球小燒杯，在動物麻醚變淺時給套在鼻上使其補吸麻藥。本法最適于大、小鼠的短期操作性實驗的麻醉，當然也可用于較大的動物只是要求有麻醉口罩或較大的玻璃箱罷了。由于乙醚燃點很低，遇火極易燃燒，所以在使用時，一定要遠離炎源。

（2)腹腔和靜脈給藥麻醉法

非揮發(fā)性和中藥麻醉劑均可用作腹腔和靜脈注射麻醉，操作簡便，是實驗室最常采用的方法之一。腹腔給藥麻醉多用于大小鼠和豚鼠，較大的動物如兔、狗等則多用靜脈給藥進行麻醉。由于各麻醉劑的作用長短以及毒性的差別。所以在腹腔和靜脈麻醉時，一定控制藥物的濃度和注射量（見表11-6)。

表11-6　常用麻醉劑的用法及劑量

2．局部麻醉

⑴貓的局部麻醉一般應用0.5-1.0%鹽酸普魯卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%鹽酸可卡因。

⑵兔在眼球手術時，可于結(jié)膜囊滴入0.02%鹽酸可卡因溶液，數(shù)秒鐘即可出現(xiàn)麻醉。

⑶狗的局部麻醉用0.5-1%鹽酸普魯卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%鹽酸可卡因。

3．麻醉注意事項

⑴靜脈注射必須緩慢，同時觀察肌肉緊張性、角膜反射和對皮膚夾捏的反應，當這些活動明顯減弱或消失時，立即停止注射。配制的藥液濃度要適中，不可過高，以兔麻醉過急；但也不能過低，以減少注入溶液的體積。

⑵麻醉時需注意保溫。麻醉期間，動物的體溫調(diào)節(jié)機能往往受到抑制，出現(xiàn)體溫下降，可影響實驗的準確性。此時常需采取保溫措施。保溫的方法有，實驗桌內(nèi)裝燈，電褥，臺燈照射等。無論用哪種方法加溫都應根據(jù)動物的肛門體溫而定。常用實驗動物正常體溫：貓為38.6℃±1.0℃，兔為38.4℃±1.0℃，大鼠為39.3℃±0.5℃。

⑶作慢性實驗時，在寒冷冬季，麻醉劑在注射前應加熱至動物體溫水平。

九、實驗動物采血方法

實驗研究中，經(jīng)常要采集實驗動物的血液進行常規(guī)檢查或某些生物化學分析，故必須掌握血液的正確采集、分離和保存的操作技術。

采血方法的選擇，主要決定于實驗的目的所需血量以及動物種類。凡用血量較少的檢驗如紅、白細胞計數(shù)、血紅蛋白的測定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破組織取毛細血管的血。當需血量較多時可作靜脈采血。靜脈采血時，若需反復多次，應自遠離心臟端開始，以免發(fā)生栓塞而影響整條靜脈。例如，研究毒物對肺功能的影響、血液酸堿平衡、水鹽代謝紊亂，需要比較動、動脈血氧分壓、二氧化碳分壓和血液pH值以及K⁺、Na⁺、CI^-離子濃度，必須采取動脈血液。

采血時要注意：⑴采血場所有充足的光線；室溫夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃為宜；⑵采血用具有采用部位一般需要進行消毒；⑶采血用的注射器和試管必須保持清潔干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或試管內(nèi)需預先加入抗凝劑�，F(xiàn)將采用血方法按動物和部位分別加以介紹。

不同動物采血部位與采血量的關系可參考表11-7。

表11-7　不同動物采血部位與采血量的關系

常用實驗動物的最大安全采血量與最小的致死采用血量，見表11-8。
表11-8　常用實驗動物的最大安全采血量與最小致死采血量

(一)小鼠、大鼠采血法

1.割(剪)尾采血

當所需血量很少時采用本法。固定動物并露出鼠尾。將尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的溫水中數(shù)分鐘，使尾部血管充盈。再將尾擦干，用銳器（刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，讓血液自由滴入盛器或用血紅蛋白吸管吸取，采血結(jié)束，傷口消毒并壓迫止血。也可在尾部作一橫切口，割破尾動脈或靜脈，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。

2.鼠尾刺血法

大鼠用血量不多時（僅做白細胞計數(shù)或血紅蛋白檢查)，可采用本法。先將鼠尾用溫水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7號或8號注射針頭，刺入鼠尾靜脈，拔出針頭時即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果長期反復取血，應先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。

3.眼眶靜脈叢采血　采血者的左手拇食兩指從背部較緊地握住小鼠或大鼠的頸部（大鼠采血需帶上紗手套)，應防止動物窒息。當取血時左手拇指及食指輕輕壓迫動物的頸部兩側(cè)，使眶后靜脈叢充血。右手持續(xù)接7號針頭的1ml注射器或長頸（3～4cm)硬質(zhì)玻璃滴管（毛細管內(nèi)徑0.5-1.0mm)，使采血器與鼠面成45℃的夾角，由眼內(nèi)角刺入，針頭斜面先向眼球，刺入后再轉(zhuǎn)180度使斜面對著眼眶后界。刺入濃度，小鼠約2～3mm，大鼠約4～5mm。當感到有阻力時即停止推進，同時，將針退出約0.1-0.5mm，邊退邊抽。若穿刺適當血液能自然流入毛細管中，當?shù)玫剿�需的血量后，即除去加于頸部的壓力，同時，將采血器拔出，以防止術后穿刺孔出血。

若技術熟練，用本法短期內(nèi)可重復采血均無多大困難。左右兩眼輪換更好。體重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；體重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可適用于某些生物化學項目的檢驗。

4.斷頭取血

采血者的左手拇指和食指以背部較緊地握住大（小)鼠的頸部皮膚，并作動物頭朝下傾的姿勢。右手用剪刀猛剪鼠頸，約1/2-4/5的頸部前剪斷，讓血自由滴入盛器。小鼠可采用約0.8～1.2ml;大鼠約5-10ml。

5.心臟采血

鼠類的心臟較小，且心率較快，心臟采血比較困難，故少用�；铙w采血方法與豚鼠相同。若做開胸一次死亡采血，先將動物作深麻醉，打開胸腔，暴露心臟，用針頭刺入右心室，吸取血液。小鼠約0.5-0.6ml；大鼠約0.8-1.2ml。

6.頸動靜脈采血

先將動物仰位固定，切開頸部皮膚，分離皮下結(jié)締組織，使頸靜脈充分暴露，可用注射器吸出血液。在氣管兩側(cè)分離出頸動脈，離心端結(jié)扎，向心端剪口將血滴入試管內(nèi)。

7.腹主動脈采血

最好先將動物麻醉，仰臥固定在手術架上，從腹正中線皮膚切開腹腔，使腹主動脈清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血�；蛴脽o齒鑷子剝離結(jié)締組織，夾住動脈近心端，用尖頭手術剪刀，剪斷動脈，使血液噴入盛器。

8.股動（靜)脈采血

先由助手握住動物，采血者左手拉直動物下肢，使靜脈充盈�；蛘咭圆珓訛橹笜�，右手用注射器刺入血管。體重15-20g　小鼠采血約0.2-0.8ml，大鼠約0.4-0.6ml。

（二)豚鼠采血法

1.耳緣剪口采血

將耳消毒后，用銳器（刀或刀片)割破耳緣，在切口邊緣涂抹20%檸檬酸鈉溶液，阻止血凝，則血可自切口自動流出，進入盛器。操作時，使耳充血效果較好。此法能采血0.5ml左右。

2.心臟采血

取血前應探明心臟搏動最強部位，通常在胸骨左緣的正中，選心跳最顯的部位作穿刺。針頭宜稍細長些，以免發(fā)生手術后穿刺孔出血，其操作手法詳見兔心臟采血。因豚鼠身體較小，一般可不必將動物固定在解剖臺上，而可由助手握住前后肢進行采血即可。成年豚鼠每周采血應不超過10ml為宜。

3.肌動脈采血

將動脈仰位固定在手術臺上，剪去腹股溝區(qū)的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切開長約2-3cm的皮膚，使股動脈暴露及分離。然后，用鑷子提起股動脈，遠端結(jié)扎，近端用止血鉗夾住，在動脈中央剪一小孔，用無菌玻璃小導管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放開止血鉗，血液即導管口流出。一次可采血10-20ml。

4.背中足靜脈取血

助手固定動物，將其右或左右膝關節(jié)伸直提到術者面前。術者將動物腳背面用酒精消毒，找出背中足靜脈后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射針刺入靜脈。拔針后立即出血，呈半球狀隆起。采血后，用紗布或脫脂棉壓迫止血。反復采血時，兩后肢交替使用。

（三)兔采血法

1.耳靜脈采血

本法為最常用的取血法之一，常作多次反復取血用，因此，保護耳緣靜脈，防止發(fā)生栓塞特別重要。

將兔放入僅露出頭部及兩耳的固定盒中，或由助手以手扶住。選耳靜脈清晰的耳朵，將耳靜脈部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指輕輕摩擦兔耳，使靜脈擴張，用連有5（1/2)號針頭的注射器在耳緣靜脈末端刺破血管待血液漏出取血或?qū)⑨橆^逆血流方向刺入耳緣靜脈取血，取血完畢用棉球壓迫止血，此種采血法一次最多可采血5-10ml。

2.耳中央動脈采血

將兔置于兔固定筒內(nèi)，在兔耳的中央有一條較粗、顏色較鮮紅的中央動脈，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央動脈的末端，沿著動脈平行地向心方向刺入動脈，即可見動脈血進入針筒，取血完畢后注意止血。此法一次抽血可達15ml。但抽血時應注意，由于兔耳中央動脈容易發(fā)生痙攣性收縮，因此抽血前，必須先讓兔耳充分充血，當動脈擴張，未發(fā)生痙攣性收縮之前立即進行抽血，如果等待時間過長，動脈經(jīng)常會發(fā)生較長時間的痙攣性收縮。取血用的針頭一般用6號針頭，不要太細。針刺部位從中央動脈末端開始。不要在近耳根部取血，因耳根部軟組織厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。

3.心臟取血

將家兔仰臥固定，在第三肋間胸骨左緣3毫米處注射針垂直刺入心臟，血液隨即進入針管。注意事項有：⑴動作宜迅速，以縮短在心臟內(nèi)的留針時間和防止血液凝固；⑵如針頭已進入心臟但抽不出血時，應將針頭稍微后退一點。⑶在胸腔內(nèi)針頭不應左右擺動以防止傷及心，肺、一次可取血20-25ml。

4.后肢脛部皮下靜脈取血

將兔仰臥固定于兔固定板上，或由一人將兔固定好。拔去脛部被毛，在脛部上端股部扎以橡皮管，則在脛部外側(cè)淺表皮下，可清楚見到皮下靜脈。用左手兩指固定好靜脈，右手取帶有5（1/2)號針頭的注射器內(nèi)皮下靜脈平行方向刺入血管，抽一下針栓，如血進入注射器，表示針頭已刺入血管，即可取血。一次可取2～5ml。取完后必須用棉球壓迫取血部位止血，時間要略長些，因此處不易止血。如止血不妥，可造成皮下血腫，影響連續(xù)多次取血。

5.股靜脈、頸靜脈取血

先作股靜脈和頸靜脈暴露分離手術

⑴股靜脈取血　注射器平行于血管，從股靜脈下端向心方向刺入，徐徐抽動針栓即可取血。抽血完畢后要注意止血。股靜脈較易止血，用于紗布輕壓取血部位即可。若連續(xù)多次取血，取血部位宜盡量選擇靠離心端。

⑵外頸靜脈取血　注射器由近心端（距頸靜脈分支2-3厘米處)向頭側(cè)端順血管平等方向刺入，使注射針一直引深至頸靜脈分支叉處，即可取血。此處血管較粗，很容易取血，取血量也較多，一次可取10ml以上。取血完畢，拔出針頭，用干紗布輕輕壓迫取血部位也易止血。兔急性實驗的靜脈取血，用此法較方便。

（四)狗、貓采血法

1.后肢外側(cè)小隱靜脈和前肢內(nèi)側(cè)下頭靜脈采血

此法最常用，且方便。后肢外側(cè)小隱靜脈在后肢脛部下1/3的外側(cè)淺表的皮下，由前側(cè)方向后行走。抽血前，將狗固定在狗架上或使狗側(cè)臥，由助手將狗固定好。將抽血部位的毛剪去，碘酒一酒精消毒皮膚。采血者左手拇指和食指握緊剪毛區(qū)上部，使下肢靜脈充盈，右手用連有6號或7號針頭的消毒器迅速穿刺入靜脈，左手放松將針固定，以適當速度抽血（以無氣泡為宜)。或?qū)⒛z皮帶綁在狗股部，或由助手握緊股部，即可，若僅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用針頭直接刺入靜脈，待血從針孔自然滴出，放入盛器或作涂片。

采集前肢內(nèi)側(cè)皮下的頭靜脈血時，操作方法基本與上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困難。

2.股動脈采血

本法為采取狗動脈血最常用的方法。操作也較簡便。稍加以訓練的狗，在清醒狀態(tài)下將狗臥位固定于狗解剖臺上。伸展后肢向外伸直，暴露腹肥肉溝三角動脈搏動的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股動脈跳動部位，并固定好血管，右手取連有5（1/2)號針頭的注射器，針頭由動脈跳動處直接刺入血管，若刺入動脈一般可見鮮紅血液流入注射器，有時還需微微轉(zhuǎn)動一下針頭或上下移動一下針頭，方見鮮血流入。有時，往往刺入靜脈，必須重抽之。待抽血完畢，迅速拔出針頭，用干藥棉壓迫止血2～3分鐘。

3.心臟采血

本法最好在麻醉下進行，馴服的狗不麻醉也行。將固定在手術臺上，前肢向背側(cè)方向固定，暴露胸部，將左側(cè)第3-5肋間的被毛剪去，用碘酒-酒精消毒皮膚。采血者用左手觸摸左側(cè)3-5肋間處，選擇心跳最顯處穿刺。一般選擇胸骨左緣外1cm第4肋間處。取連有6（1/2)號針頭的注射器，由上述部位進針，并向動物背側(cè)方向垂直刺入心臟。采血者可隨針接觸心跳的感覺，隨時調(diào)整刺入方向和濃度，擺動的角度盡量小，避免損傷心肌過重，或造成胸腔大出血。當針頭正確刺入心臟時，血即可進入抽射器，可抽取多量血液。

4.耳緣靜脈采血

本法宜取少量血液作血常規(guī)或微量酶活力檢查等。有訓練的狗不必綁嘴，剪去耳尖部短毛，即可見耳緣靜脈，手法基本與兔相同。

5.頸靜脈

狗不需麻醉，經(jīng)訓練的狗不需固定，未經(jīng)訓練的狗應予固定。取側(cè)臥位，剪去頸部被毛約10×3cm2范圍，用碘酒、酒精消毒皮膚。將狗頸部拉直，頭盡量后抑。用左手拇指壓住頸靜脈入胸部位的皮膚。使頸靜脈怒張，右手取連有6（1/2)號針頭的注射器。針頭沿血管平行方向向心端刺往前血管。由于此靜脈在皮下易滑動，針刺時除用左手固定好血管外，刺入要準確。取血后注意壓迫止血。采用此法一次可取較多量的血。

貓的采血法基本與狗相同。常采用前肢皮下頭靜脈、后肢的股靜脈、耳緣靜脈取血。需大量血液時可從頸靜脈取血。方法見前述。

（五)猴采血法

與人類的采血法相似，常用者有以下幾種：

1.毛細血管采血　需血量少時，可在猴拇指或足跟等處采血。采血方法與人的手指或耳垂處的采血法相同。

2.靜脈采血　最宜部位是后肢皮下靜脈及外頸靜脈。后肢皮下靜脈的取血法與狗相似。

用外頸靜脈采血時，把猴固定在猴臺上，側(cè)臥，頭部略低于臺面，助手固定猴的頭部與肩部。先剪去頸部的毛，用碘酒-酒精消毒，即可見位于上頜角與鎖骨中點之間的怒張的外頸靜脈。用左手拇指按住靜脈，右手持連6（1/2)號針頭的注射器，其它操作與人的靜脈取血同。

也可在肘窩、腕骨、手背及足背選靜脈采血。但這些靜脈更細、易滑動、穿刺難，血流出速度慢。

3.動脈采血　股動脈可觸及。取血量多時常被優(yōu)先選用，手法與狗股動脈采血相似。此外，肱動脈與橈動脈也可用。

（六)羊的采血方法

常采用頸靜脈取血方法。也可在前后肢皮下靜脈取血。頸靜脈粗大，容易抽取，而且取血量較多，一般一次可抽取50-100ml。

將羊蹄捆縛，按倒在地，由助手用雙手握住羊下頜，向上固定住頭部。在頸部一側(cè)外緣剪毛約2寸范圍，碘酒、酒精消毒。用左手拇指按壓頸靜脈，使之怒張，右手取連用粗針頭的注射器沿靜脈一側(cè)以39度傾斜由頭端向心方向刺入血管，然后緩緩抽血至所需量。取血完畢，拔出針頭，采血部位以酒精棉球壓迫片刻，同時迅速將血液注入盛有玻璃珠的滅菌燒瓶內(nèi)，振蕩數(shù)分鐘，脫去纖維蛋白，防止凝血，或?qū)⒀�液直接注入裝有凝劑的燒瓶內(nèi)。

（七)雞、鴿、鴨的采血方法

雞和鴿常采用的取血方法，是從其翼根靜脈取血。如需抽取血時，可將動脈翅膀展開，露出腋窩，將羽毛拔去，即可見到明顯的翼根靜脈，此靜脈是由翼根進入腋窩的一條較粗靜脈。有碘酒、酒精消毒皮膚。抽血時用左手拇指、食指壓迫此靜脈向心端，血管即怒張。右手取連有5（1/2)號針頭的注射器，針頭由翼根向翅膀方向沿靜脈平行刺入血管內(nèi)，即可抽血，一般一只成年動物可抽取10-20ml血液。也常采用右側(cè)頸靜脈取血。右側(cè)頸靜脈較左側(cè)粗，故用右側(cè)頸靜脈。以食指和中指按住頭的一側(cè)，用酒精棉球消毒右側(cè)頸靜脈的部位。以拇指輕壓頸根部以使靜脈充血。右手持注射器刺入靜脈取血。常采用取血法還有爪靜脈取血和心臟取血。在爪根部與爪中所見血管尖端之間切斷血管，以吸管或毛細胞直接取血。亦可將注射針刺入心臟內(nèi)取血。

十、急性動物實驗中常用的手術方法

急性動物實驗中常以血壓、呼吸等為指標，以靜脈注射、放血等為實驗方法。需要曝露氣管、頸總動脈，頸外靜脈，股動脈，股靜脈，并做相應的插管，以及分離迷走神經(jīng)，減壓神經(jīng)及股神經(jīng)等。因此手術主要頸部及股部進行，現(xiàn)分述如下：

（一)兔、狗頸部手術

頸部手術的目的在于暴露氣管、頸部血管并作相應的插管以及分離神經(jīng)等。頸部手術成敗的關鍵在于熟悉動物頸部及手術要領，防止損傷血管和神經(jīng)（圖11-19)現(xiàn)以兔為例，說明如下：

圖11-20　家兔頸部血管神經(jīng)解剖位置示意圖

1.家兔背位固定于兔臺上，頸部剪毛。

2.動物麻醉　一般作局部浸潤麻醉，在頸部正中線皮下注1%普魯卡因，亦可選用20%烏拉坦作全身麻醉。

3.氣管及頸部血管神經(jīng)分離術

⑴氣管暴露術：用手術刀沿頸部正中線從甲狀軟骨處向下靠近胸骨上緣作一切口（兔長約4～6cm，狗的長約10cm)；因兔頸部皮膚較松馳亦可用手術剪沿正中線剪開。切開皮膚后，以氣管為標志從正中線用止血鉗鈍性分離正中的肌群和筋膜即可暴露氣管，分離食道與氣管，在氣管下穿過一條粗線備用。

⑵頸總動脈分離術：正中切開皮膚及皮下筋膜，暴露肌肉。將肌肉層與皮下組織分開。此時清楚可見在頸中部位有兩層肌肉。一層與氣管平行，復于氣管上，為胸骨舌骨肌。其上又有一層肌肉呈V字形走行向左右兩側(cè)分開。此層為胸鎖乳突肌。用鑷子輕輕夾住一側(cè)的胸鎖乳突肌，用止血鉗在兩層肌肉的交接處（即V形溝內(nèi))將它分開（注意，切勿在肌肉中分，以防出血)。在溝底部即可見到有搏動的頸總動鞘。用眼科鑷子（或紋式止血鉗)細心剝開鞘膜，避開鞘膜內(nèi)神經(jīng)，分離出長約3-4cm的頸總動脈，左其下穿兩根線備用。

頸動脈竇分離術：在剝離兩側(cè)頸總動脈基礎上，繼續(xù)小心地沿兩側(cè)上方深處剝離，直至頸總動脈分叉處膨大部分，即為頸動脈竇，剝離時勿損傷附近的血管神經(jīng)。

⑶頸部迷走、交感、減壓神經(jīng)分離術：于家兔頸部，在找到頸動脈鞘以后，將頸總動脈附近的結(jié)締組織薄膜鑷住，并輕拉向外側(cè)使薄膜張開，即可見薄膜上數(shù)條神經(jīng)，根據(jù)各條神經(jīng)的形態(tài)、位置和走向等特點來辨認，迷走神經(jīng)最粗，外觀最白，位于頸總動脈外側(cè)，易于識別。交感神經(jīng)比迷走神經(jīng)細，位于頸總動脈的內(nèi)側(cè)，呈淺灰色；減壓神經(jīng)細如頭發(fā)，位于迷走神經(jīng)和交感神經(jīng)之間，在家兔為一獨立的神經(jīng)，沿交感神經(jīng)外側(cè)后行走，但在人、狗此神經(jīng)并不單獨行走，而是行走于迷走、交感干或迷走神經(jīng)中。將神經(jīng)細心分離出2-3cm長即可，然后各穿細線備用。

⑷頸外靜脈暴露術　頸外靜脈淺，位于頸部皮下，其屬支外腭靜脈和內(nèi)腭靜脈，頸部正中切口后，用手指從皮膚外將一側(cè)部組織頂起，在胸鎖突乳肌外緣，即可見很粗而明顯的頸外靜脈。仔細分離長約3-4cm的頸外靜脈，穿兩線備用。

4.氣管及頸部血管插管術

在前述分離術的基礎上，按需要選作下列插管術。

⑴氣管插管術：暴露氣管后在氣管中段，于兩軟骨環(huán)之間，剪開氣管口徑之半，在向頭端作一小縱切口呈倒“T”形。用鑷子夾住T形切口的一角，將適當口徑的氣管套管由切口向心端插入氣管腔內(nèi)，用粗線扎緊，再將結(jié)扎線固定于“Y”形氣管插管分叉處，以防氣管套管脫出。

⑵頸總動脈插管術：頸總動脈主要用于測量頸動脈壓。為此，在插管前需使動物肝素化，并將口徑適宜的充滿抗凝液體（也可用生理鹽水)的動脈套管（也可用塑料管)準備好，將頸總動脈離心端結(jié)扎線之間。插管時以左手拇指及中指拉住離心端結(jié)扎線頭，食指從血管背后輕扶血管。右手持銳利的眼科剪，使與血管呈45度角，在緊靠離心端結(jié)扎線處向心一剪，剪開動脈壁之周徑1/3左右（若重復數(shù)剪易造成切緣不齊，當插管時易造成動脈內(nèi)膜內(nèi)卷或插入層間而失敗)，然后持動脈套管，以其尖端余面與動脈平均地向心方向插入動脈內(nèi)，用細線扎緊并在套管分叉處打結(jié)固定。最后將動脈套管作適當固定，以保證測壓時血液進出套管之通暢。

⑶頸外靜脈插管術：頸外靜脈可用于注射、輸液和中盡靜脈壓之測量。血管套管插入方法與股靜脈相似，現(xiàn)將用于中心靜脈壓測量的插和作一簡介：

在插管前先將兔肝素化，并將聯(lián)接靜脈壓檢壓計的細塑料管導管充盈含肝素之生理鹽水。在導管上作一長5-8cm的記號，導管準備好后，先將靜脈遠心端結(jié)扎，靠近結(jié)扎點的向心端作一剪口，將導管插入剪口，然后一邊拉結(jié)扎線頭使頸外靜脈與頸矢狀面、冠狀面各呈45度角，一邊輕柔地向心端緩慢插入，遇有阻抗即退回改變角度重插，切不可硬插（易插破靜脈進入胸腔)一般達導管上記號為止，此時可達右心房入口處。若導管插管成功，則可見靜脈壓檢壓計水面或漂浮于中心靜脈壓數(shù)值附近隨呼吸而上下波動。

（二)兔、狗股部手術

股部手術目的在于分離股神經(jīng)、股動、靜脈及進行股動、靜脈插管，以備放血、輸血輸液、注射藥物等用。狗肌部神經(jīng)、血管解剖特點見圖11-20。

圖11-20　狗股部神經(jīng)、血管解剖特點

狗、兔等動物手術方法基本相同。現(xiàn)以兔為例其基本步驟如下：

1.動物背位固定于兔臺上，腹股溝部剪毛。

2.用手指觸摸股動脈搏動，辨明動脈走向，在該處作局部麻醉并作方向一致長約4-5cm的切口。用止血鉗小心分離肌肉及深部筋膜，便清楚地暴露出股三角區(qū)。骨三角區(qū)上界為鼠蹊韌帶，內(nèi)界為縫匠肌，外界為內(nèi)收長肌。肌動脈及神經(jīng)即由此三角區(qū)通過。股神經(jīng)位于外側(cè)，股靜脈位于內(nèi)側(cè)，肌動脈位于中間偏后。

3.用止血鉗細心將股神經(jīng)首先分出，然后分離股動、靜脈間的結(jié)締組織，清楚地暴露股靜脈，如作插管可分離出一段靜脈（約2-2.5cm)。穿兩根細線備用。再仔細分離股動脈，將股動脈與其部的組織分離開，長約2-2.5cm。切勿傷及股動脈分支。動脈下方穿兩根細線備用。

4.在動物行肝素化后作股動、靜脈插管。狗的血管粗大，插管較易。家兔血管細，插管較難；因此要細致耐心和掌握要領。

（1)股動脈插管術：于肌動脈近心端用動脈夾夾住，近心端用細線結(jié)扎，牽引此線在貼近遠心端結(jié)扎處剪開血管向心插入動脈套針或塑料管，結(jié)扎固定后備放血或注射用。

（2)股靜脈插管術：股靜脈插管術，除不需用動脈夾外，基本與股動脈插管相同。但因靜脈于遠心端結(jié)扎后靜脈塌陷呈細線狀，較難插管，因此可試用靜脈充盈插管法。即：在股靜脈近心端用血管夾夾住（也可用線提起)，活動肢體使股靜脈充盈，股靜脈遠心端結(jié)扎線打一活扣，待手術者剪口插入套針后，再由助手迅速結(jié)扎緊。

十一、實驗動物的急救措施

當實驗進行中因麻醉過量、大失血、過強的創(chuàng)傷、窒息等各種原因，而使動物血壓急劇下降甚至測不到。呼吸極慢而夫規(guī)則甚至呼吸停止、角膜反射消失等臨床死亡癥狀時，應立即進行急救。急救的方法可根據(jù)動物情況而定。對狗、兔、貓常用的急救措施有下面幾種。

（一)針刺

針刺人中穴對挽救家兔效果較好。對狗用每分鐘幾百次頻率的脈沖電刺激膈神經(jīng)效果較好。

（二)注射強心劑

可以靜脈注射0.1%腎上腺素1ml，必要時直接作心臟內(nèi)注射。腎上腺素具有增強心肌收縮力，使心肌收縮幅度增大與加速房室傳導速度、擴張冠狀動脈、增強心肌供血、供氧及改善心肌代謝、刺激高位及低位心臟起搏點等作用。

當動物注射腎上腺素后，如心臟已搏動但極為無力時，可從靜脈或心腔內(nèi)注射1%氯化鈣5ml。鈣離子可興奮心肌緊張力，而使心肌收縮加強，血壓上升。

（三)注射呼吸中樞興奮藥

可從靜脈注射山梗萊堿或尼可剎米。給藥劑量和藥理作用如下：

尼可剎米：每條動物一次注25%1ml。此藥可直接興奮延髓呼吸中樞，使呼吸加速加深；對血管運動中樞的興奮作用較弱。在動物抑制情況下作用更明顯。

山梗萊堿：每條動物一次可注入1%0.5ml。此藥可刺激頸動脈體的化學感受器，反射性地興奮呼吸中樞；同時此藥對呼吸中樞還有輕微的直接興奮作用。作為呼吸興奮藥，它比其他藥作用迅速而顯著。呼吸可迅速加深加快，血壓亦同時升高。

（四)動脈快速注射高滲葡萄糖液

一般常采用經(jīng)動物肌動脈逆血流加壓、快速、沖擊式的注入40%葡萄糖溶液。注射量根據(jù)動物而定，如狗可按2-3ml/kg體重計算。這樣可刺激動物血管內(nèi)感受器，反射性地引起血壓呼吸的改善。

（五)動脈快速輸血、輸液

在作失血性休克或死亡復活等實驗時采用。可在動物股動脈插一軟塑料套管，連接加壓輸液裝置（血壓計連接輸液瓶上口，下口通過膠皮管連接塑料套管)。當動物發(fā)生臨床死亡時，即可加壓（180-2000mmHg)快速從股動脈輸血和低分子右旋糖酐。如實驗前動物曾用肝素抗凝，由于微循環(huán)血管中始終保持通暢，不出現(xiàn)血管中血液凝固現(xiàn)象，因此就是動物出現(xiàn)臨床死亡后數(shù)分鐘，采用此種急救措施仍易救活。

（六)人工呼吸

可采用雙手壓迫動物胸廓進行人工呼吸。如有電動人工呼吸器，可行氣管分離插管后，再連接人工呼吸器進行人工呼吸。一旦見到動物自動呼吸恢復，即可停止人工呼吸。

有條件時，當動物呼吸停止，而心搏極弱或剛停止時，可用5%CO₂和60%O₂的混合氣體進行人工呼吸，效果更好。

采用人工呼吸器時，應調(diào)整其容量：大鼠為50次/分鐘，每次8ml/kg(即400ml/kg/分鐘)；兔和貓為30次/分鐘，每次10ml/kg（即300ml/kg/分鐘)；犬為20次/分鐘，每次100ml/kg(即2000ml/kg/分鐘)。

十二、實驗動物的處死方法

（一)蛙類

常用金屬探針插入枕骨大孔，破壞腦脊椎的方法處死。將蛙用溫布包住，露出頭部，左手執(zhí)蛙，并且用食指按壓其頭部前端，拇指按壓背部，使頭前俯；右手持金屬探針由頭前端沿線向尾方刺觸，觸及凹陷處即枕骨大孔所在。將探針由凹陷處垂直刺入，刺破皮膚即入枕骨大孔。這時將探針尖端轉(zhuǎn)向頭方，向前探入顱腔，然后向各方攪動，以搗毀腦組織，如探針確在顱腔內(nèi)，實驗者可覺出針在四面皆壁的腔內(nèi)。腦組織搗毀后，將探針退出，再由枕骨大孔刺入，并轉(zhuǎn)向尾方，與脊柱平行刺入椎管，以破壞脊髓。腦和脊髓是否被完全破壞，可檢查動物四肢肌肉的緊張性是否完全消失。拔出探針后，用一小干棉球?qū)⑨樋锥伦�，以防止其出血�?/p>

操作過程中要防止毒腺分泌物射入實驗者眼內(nèi)。如被射入時，即需立即用生理鹽水沖洗眼睛。

（二)大鼠和小鼠

1.脊椎脫臼法

右手抓住鼠用力向后拉，同時左手拇指與食指用力向下按住鼠頭，將脊髓與腦髓拉斷，鼠便立即死亡。

2.斷頭法

實驗者戴上棉綠紗手套，用右手握住大鼠頭部，左手握住背部，露出頸部，助手用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉。小鼠處死法相同。

3.擊打法

右52667788.cn/yishi/手抓住鼠尾，提起，用力摔擊其頭部，鼠痙攣后立即死亡。用小木錘用力擊打鼠頭部也可致死。

4.急性大失血法

可采用鼠眼眶動脈和靜脈急性大量失血方法使鼠立即死亡。

5.化學致死法

吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳濃度為0.2-0.5%環(huán)境中即可致死。

皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠為0.76～2.0mg/kg體重，大鼠3.0-3.5ml/kg體重。氯化鉀處死大鼠劑量：25%溶液0.6ml/只靜脈注入。

（三)狗、貓、兔、豚鼠

1.空氣栓塞法

向動物靜脈內(nèi)注入一定量的空氣，使之發(fā)生栓塞而死。當空氣注入靜脈后，可在右心隨著心臟的跳動使空氣與血液相混致血液成泡沫狀，隨血液循環(huán)到全身。如進入肺動脈，可阻梗其分支，進入心臟冠狀動脈，造成冠狀動脈阻塞，發(fā)生嚴重的血液循環(huán)障礙，動物很快致死。一般兔、貓等靜脈內(nèi)注入20-40ml空氣即可致死。每條狗由前肢或后肢皮下靜脈注入80～150ml空氣，可很快致死。

2.急性失血法

先使動物輕度麻醉，如狗可按每公斤體重靜脈注射硫噴妥納20-30mg，動物即很快入睡。暴露股三角區(qū)，用鋒利的殺狗刀在股三角區(qū)作一個約10cm的橫切口，把股動、靜脈全切斷，立即噴出血液。用一塊濕紗布不斷擦去股動脈切周圍處的血液和血凝塊，同時不斷的用自來水沖洗流血，使股動脈切口處保持暢通，動物3～5分鐘內(nèi)即可致死。采用此種方法，動物十分安靜，對臟器無損傷，對活殺采集病理切片標本是一種較好的方法。

3.破壞延腦法

如果急性實驗后，腦已暴露，可用器具將延髓破壞，導致動物死亡。對家兔也可用木錘用力錘擊其后腦部，損壞延腦，造成死亡。

4.開放性氣胸法

將動物開胸，造成開放性氣胸。這時胸膜腔的壓力與大氣壓力相等，肺臟因受大氣壓縮發(fā)生肺萎陷，縱隔擺動，動物窒息而死。

5.化學藥物致死法

靜脈內(nèi)注入一定量的氯化鉀溶液，使動物心肌失去收縮能力，心臟急性擴張，致心臟馳緩性停跳而死亡。每條成年兔由兔耳緣靜脈注入10％氯化鉀溶液5～10ml；每條成年狗由狗前肢或后肢下靜脈注入20～30ml。即可致死。

靜脈內(nèi)注入一定量的福爾馬林溶液，使血液內(nèi)蛋白凝固，動物由于全身血液循環(huán)嚴重障礙和缺氧而死。每條成年狗靜脈注入10%福爾馬林溶液20ml即可致死。也可將福爾馬林與酒精按一定比例配成動物致死液應用。

皮下注射士的年致死：豚鼠劑量為3.0-4.4mg/kg體重，兔0.5-0.5mg/kg體重，狗0.3-0.42mg/kg體重，貓1.0-2.0mg/kg體重。

經(jīng)口或注年DDT致死；（LD50)：豚鼠：經(jīng)口0.4g/kg體重，皮下0.9g/kg體重。兔：經(jīng)口0.3g/kg體重，皮下0.25g/kg體重；靜脈0.043g/kg體重。狗：靜脈0.067g/kg體重。